Научно-практический журнал
[О компании] Издательство 'Цитокины и воспаление' - Журнал 'Цитокины и Воспаление'

197376, Санкт-Петербург, ул. Акад. Павлова, д. 12,
Институт экспериментальной медицины РАМН
Тел.: (812) 234 16 69, +7 921 984 11 30, +7 921 909 55 49
Факс: (812) 234 94 89
E-mail:
Web: cytokines.ru


  


2008 год
1 номер 2 номер
3 номер 4 номер

О Журнале

Архив

Рубрики
Подписка

NEW Книжная полка
NEW Стол заказов

Карта сайта
Правила для авторов

Поиск

Контакты
Наши партнеры:


https://pornoseksxxx.com/

Русский языкEnglish language
Карта сайта Написать письмо, наши координаты

Содержание | Следующая статья | Предыдущая статья

Журнал 'Цитокины и воспаление', 2004, № 4

Подписаться на 2009 год

Заказать эту статью в PDF

Оригинальные статьи

Номер 4'2004

МОДЕЛЬ ОСЛОЖНЕННОГО ТЕЧЕНИЯ РАНЕВОГО ПРОЦЕССА У МЫШЕЙ НА ФОНЕ ИММУНОСУПРЕССИИ, ВЫЗВАННОЙ ВВЕДЕНИЕМ ГИДРОКОРТИЗОНА

Е.А. Варюшина, М.А. Анциферова, Г.В. Александров,
Е.Н. Минаева, Н.В. Пигарева, А.В. Петров,
В.Г. Конусова, Е.Н. Исаева, В.Е. Бокованов,
А.Ю. Котов, А.А. Казаков, А.В. Демьянов, А.С. Симбирцев

Применение глюкокортикоидов для моделирования осложненного течения раневого процесса основано на их свойстве снижать количество и функциональную активность иммунокомпетентных клеток и клеток соединительной ткани и вызывать ингибицию ангиогенеза за счет подавления синтеза ростовых факторов и провоспалительных цитокинов в раневом очаге. Цель исследования состояла в разработке и характеристике модели осложненного заживления кожных ран у мышей на фоне длительного введения гидрокортизона (ГК). Проведено планиметрическое, гистологическое и морфометрическое исследование раневого очага, а также изучение параметров иммунной системы при введении ГК. ГК вводили внутримышечно ежедневно в течение 14 дней в дозе 25 мг/кг; две полнокожные раны наносили на следующий день после первого введения ГК. Исследования проводили на 3, 5, 7, 9, 11 и 13 дни. Введение ГК приводило к значительному снижению скорости заживления ран. При морфометрическом и гистологическом исследовании показано снижение интенсивности реэпителизации и замедление формирования грануляционной ткани. Под действием ГК происходило уменьшение веса животных, снижение количества лимфоцитов в периферической крови и в селезенках животных и веса селезенок. Данная модель осложненного заживления кожных ран на фоне общей иммуносупрессии позволяет изучать ранозаживляющие свойства фармакологических препаратов, в том числе рекомбинатных цитокинов. (Цитокины и воспаление. 2004. Т. 3, № 4. С. 14-20.)

Заживление раны - это сложный биологический процесс, включающий фазы воспаления, реэпителизации, образования грануляционной ткани и реорганизации внеклеточного матрикса [10]. В норме эти процессы протекают синхронно и приводят к достаточно быстрому заживлению ран. Одним из важнейших условий этого процесса является нормальная работа иммунной системы, с одной стороны, стимулирующей правильное развитие воспаления, что абсолютно необходимо для нормального заживления повреждения, и, с другой стороны, обеспечивающей нейтрализацию и элиминацию патогенов, всегда проникающих в рану. При хронических ранах наблюдают замедление заживления, которое особенно выражено при снижении показателей иммунитета, например, вызванном длительным увеличением уровня стероидных гормонов. Обладая противовоспалительным действием, глюкокортикоиды могут вызывать значительное снижение количества и функций иммунокомпетентных клеток, ингибиции ангиогенеза, пролиферации фибробластов и синтеза компонентов внеклеточного матрикса [2]. Системное применение глюкокортикоидов снижает нормальную экспрессию провоспалительных цитокинов, которая необходима при заживлении раны [7]. Механизм действия глюкокортикоидов заключается как в прямой ингибиции транскрипции определенных генов, так и в подавлении активации NF-kB, основного транскрипционного фактора, регулирующего работу генов, связанных с воспалением и иммунным ответом [1, 3]. Воздействуя на функции клеток, которые являются важными при заживлении ран, применение глюкокортикоидов вызывает значительное замедление процесса репарации тканей. Известно, что у пациентов, принимающих глюкокортикоиды или получающих другую иммуносупрессивную терапию, наблюдается значительное замедление заживления кожных ран [2].

В литературе имеются данные о применении гормона гидрокортизона (ГК) для моделирования процессов осложненного заживления ран в экспериментах, выполненных, главным образом, на крысах. Так, было показано ухудшение заживления полнокожных ран, и описаны изменения некоторых параметров иммунной системы на фоне применения ГК у крыс [8]. Цель нашей работы состояла в разработке воспроизводимой модели осложненного заживления кожных ран у мышей, гистологической и морфометрической характеристике местных параметров заживления, а также в расширенном изучении изменений системных показателей иммунной системы на фоне длительного введения ГК.

Материалы и методы

Использовали белых беспородных мышей-самцов массой 22-25 г (Рапполово, Россия). Для нанесения ран животных анестезировали каллипсолом (80 мг/кг веса, в/м), на нижней части спины удаляли шерсть, кожу протирали 70° этанолом и ножницами наносили 2 полнокожные раны диаметром 4 мм. Животных держали в индивидуальных клетках. Для определения площади раневой поверхности раны фотографировали цифровой фотокамерой, изображения переносили на компьютер, калибровали и измеряли площадь раневого поражения с помощью программы Scion Image (NIH, USA). Результаты выражали в процентах от исходной площади. День нанесения ран считали нулевым днем эксперимента. ГК ("Гедеон Рихтер", Венгрия) в дозе 25 мг/кг вводили внутримышечно ежедневно в течение всего эксперимента (14 дней), первый раз - за сутки до нанесения ран. В качестве контрольной группы использовали животных с ранениями, не получавших инъекций ГК. Эксперимент был проведен три раза.

Для гистологического исследования область раневого поражения иссекали с участком интактной ткани, фиксировали жидкостью Буэна, проводили через спирты возрастающей концентрации и заливали в парафин. Готовили срезы толщиной 5 мкм так, чтобы плоскость сечения проходила через центр раны перпендикулярно поверхности, и окрашивали по методу Массона. Для гистоморфологических измерений использовали световой микроскоп с системой визуализации изображений (Leica, Germany). Интенсивность реэпителизации оценивали, измеряя длину новообразованного эпидермиса с обоих краев раны и ширину раневого ложа с помощью программы Scion Image. Процент реэпителизации подсчитывали по формуле: % реэпителизации = (общая длина новообразованного эпидермиса/ширина раневого ложа) x 100. Для определения плотности грануляционной ткани подсчитывали количество клеточных ядер в поле зрения. При этом просматривали в среднем по 5 полей зрения в новообразованной грануляционной ткани и высчитывали среднее значение.

Каждое животное взвешивали до начала и в последующие дни эксперимента. Для исследований системных показателей у животных забирали периферическую кровь, селезенку и перитонеальный лаваж. Кровь собирали в пробирки с добавлением гепарина (50 ед./мл). Количество лейкоцитов определяли путем разведения 10 мкл крови в 190 мкл 3%-й уксусной кислоты с добавлением 0,1%-го кристаллвиолета и последующим подсчетом в камере Горяева. Дифференциальный подсчет типов лейкоцитов в мазках периферической крови и перитонеальных лаважей проводили после окраски по методу Романовского.

Изучение окислительного взрыва фагоцитирующих клеток периферической крови проводили методом люминолзависимой хемилюминесценции (ЛЗХЛ) на приборе Victor-2 LKB - Wallac 1250 (Финляндия). Реакцию проводили следующим образом: в 96-луночные белые непрозрачные платы (Costar, USA) раскапывали по 120 мкл стерильного раствора Хенкса с рН 7,2, добавляли 20 мкл цельной крови, 40 мкл раствора люминола (Sigma, USA) в концентрации 10-4 М и 20 мкл опсонизированного сывороткой крови мышей зимозана (Sigma, USA) в концентрации 1 мг/мл или 20 мкл раствора Хенкса. Платы помещали в прибор и инкубировали при температуре 37 °С. Люминесцентный сигнал фиксировали в течение часа, результат реакции выражали светосуммой, т.е. количеством импульсов, накопленных за время исследования. Подсчитывали индекс стимуляции ЛЗХЛ как отношение значений индуцированной ЛХЗЛ к спонтанной.

Перитонеальные лаважи получали методом промывания брюшной полости мышей стерильной охлажденной до +4 °С средой RPMI 1640 (Sigma, USA), содержащей 20 ед./мл гепарина и 1 % гентамицина. Подсчитывали общее количество лейкоцитов в камере Горяева, на мазках считали относительное количество макрофагов.

Селезенки взвешивали, механически гомогенизировали и фильтровали через два слоя марли. Эритроциты лизировали 0,83%-м раствором хлористого аммония, клеточную взвесь отмывали и подсчитывали количество спленоцитов в камере Горяева. Проводили дифференциальный подсчет типов лейкоцитов на мазках клеток селезенки, окрашенных по методу Лейшмана.

Для статистической обработки данных использовали тест ANOVA и критерий Вилкоксона-Манна-Уитни. Различия считали достоверными при p"0,05. Данные представлены в виде средних значений + ошибка среднего (mean + SEM).

Содержание | Следующая статья | Предыдущая статья

Подпишитесь на журнал "Цитокины и Воспаление" он-лайн!


Обновление на книжной полке: компакт-диск Цитокины и воспаление, 2006 год.


Обновление на книжной полке: компакт-диск Цитокины и воспаление, 2007 год.


© 2002-2009 Цитокины и Воспаление