Содержание | Следующая статья | Предыдущая статья
Журнал 'Цитокины и воспаление', 2008, № 3
|
Оригинальные статьи
|
Номер 3'2008
|
ВЛИЯНИЕ АГОНИСТОВ PPARα И γ И LXRНА СОДЕРЖАНИЕ ЯДЕРНЫХ ГОРМОНАЛЬНЫХ РЕЦЕПТОРОВ PPARα, LXR И RXR В МАКРОФАГАХ И TNFα В КРОВИ МЫШЕЙ ПРИ ОСТРОМ ВОСПАЛЕНИИ
М.И. Душкин, М.И. Часовских, О.М. Хощенко
Исследовано влияние агониста рецептора, активирующего пролиферацию пероксисом (PPAR)α, безафибрата, агониста PPARγ росиглитазона и агониста Х-рецептора печени (LXR) ТО901317 на уровень белковых продуктов PPARα, LXR и ретиноидных Х-рецепторов (RXR) в перитонеальных макрофагах и содержание TNFα у мышей C57Bl/6 в сыворотке крови в первые сутки асептического воспаления, индуцированного внутрибрюшинным введением 50 мг/кг зимозана. Введение зимозана приводило к резкому снижению уровня PPARα, LXRβ и RXR в макрофагах и повышению уровня TNFα в сыворотке крови. Введение безафибрата, росиглитазона или ТО901317 на фоне воспаления, вызванного зимозаном, снижало содержание TNFα в сыворотке крови и повышало уровень белковых продуктов PPARα, LXRβ и RXR в макрофагах. Таким образом, введение агонистов PPARα и γ и LXR является эффективным способом индукции белковых продуктов этих транскрипционных факторов в макрофагах, что может быть использовано в разработке комбинированной терапии широкого круга заболеваний воспалительной и аутоиммунной природы. (Цитокины и воспаление. 2008. Т. 7, № 3. С. 9-13.)
Рецепторы активации пролиферации пероксисом (PPAR) и Х-рецепторы печени (LXR), входящие в суперсемейство ядерных гормональных рецепторов, играют важную роль в регуляции иммунного ответа при воспалении в макрофагах [1]. Активация этих транскрипционных факторов натуральными и синтетическими агонистами приводит к образованию гетеродимеров с ретиноидными Х-рецепторами (RXR), которые транслоцируются в ядро и связываются с регуляторными участками ДНК, модулируя транскрипцию генов-мишеней [11]. Агонисты PPAR, LXR и RXR обладают противовоспалительным действием, контролируя транскрипционные программы, вовлеченные в процесс регуляции экспрессии и продукции цитокинов [12]. Поэтому агонисты этих рецепторов выступают как потенциальные фармакологические средства против таких заболеваний, как ревматоидный артрит, вирусные и бактериальные повреждения органов, атеросклероз и диабет 2-го типа [13].
В экспериментах на грызунах показано, что ведение бактериальных липополисахаридов (ЛПС) или провоспалительных цитокинов вызывает снижение активности содержания и экспрессии мРНК многих ядерных гормональных рецепторов в печени, почках, мышцах и других органах, а введение агонистов PPAR, LXR или RXR, напротив, подавляет воспалительный ответ [6]. В то же время, информация относительно роли этих рецепторов в регуляции воспалительного ответа в макрофагах ограничена исследованиями in vitro на клеточных перевиваемых линиях [11], которые не могут быть аппроксимированы на животных. Данных о том, как введение агонистов PPAR, LXR или RXR регулирует их активность в макрофагах в процессе воспаления in vivo, в литературе недостаточно.
Ранее на модели асептического воспаления, вызванного введением полимера α-D-маннана и β-D-глюкана Saccharomyces cerevisiae (зимозана А), нами были изучены изменения синтеза липидов, деградации липопротеинов низкой плотности [3] и влияние агонистов PPAR, LXR или RXR на формирование липидных включений [2] в макрофагах в динамике воспалительного процесса. Однако в этих работах не была изучена взаимосвязь между содержанием белковых продуктов этих транскрипционных факторов и уровнем провоспалительных цитокинов.
Поэтому целью настоящей работы явилось изучение влияния агонистов ядерных гормональных рецепторов PPARα безафибрата, PPARγ розиглитазона, и LXR Т0901317 на содержание белковых продуктов PPAR, LXR или RXR в макрофагах и TNFα в сыворотке крови мышей через 24 ч после развития абдоминального воспаления, индуцированного зимозаном А.
Материалы и методы
В экспериментах использовали мышей-самцов линии C57Bl/6, содержащихся на стандартной диете в виварии Института клинической иммунологии СО РАМН (г. Новосибирск). Асептическое воспаление вызывали внутрибрюшинным введением зимозана А ("Sigma", USA) в дозе 50 мг/кг массы тела в 1мл 0,05 М фосфатного буфера, содержащего 0,9% NaCl (PBS). Контрольным мышам внутрибрюшинно вводили 1 мл PBS. Агонисты LXR ТО901317 ("Sigma-Aldrich"), PPARα безафибрат ("Sigma-Aldrich") и PPARβ росиглитазон ("Cayman Chemical") вводили внутрибрюшинно дважды с интервалом 12 ч в объеме 100 мкл PBS, содержащего 20% диметилсульфоксида, в дозах 10, 20 и 20 мг/кг массы тела, соответственно. Животные были разделены на 8 групп: 1-я - контрольная, 2-я - введение зимозана, 3-я - введение ТО901317, 4-я - введение Т0901317 и зимозана, 5-я - введение росиглитазона, 6-я - введение росиглитазона и зимозана, 7-я - введение безафибрата, 8-я - введение безафибрата и зимозана. В каждой группе было по 6 животных.
Через 24 ч после введения зимозана животных декапитировали, отбирали и центрифугировали кровь, и полученную сыворотку крови замораживали при -20 °С. Перитонеальные макрофаги получали из перитонеального лаважа и культивировали общепринятым методом [3].
Уровень TNFα в сыворотке крови животных определяли с использованием набора реагентов для твердофазного иммуноферментного анализа ProCon фирмы "Протеиновый контур" (Санкт-Петербург), как описано нами ранее [2].
Иммуноблотинг ядерных рецепторов осуществляли в лизированных макрофагах [7]. Для этого клетки лизировали буфером, содержащим 10 мМ HEPES (pН 7,9), 0,5% Nonidet P40, 1,5 мМ MgCl2, 10 мМ KCl, 0,5 мМ дитиотрейтола и 1% коктейль ингибиторов протеаз ("Sigma-Aldrich") в течение 15 мин при +4 °С. Супернатант собирали, определяли концентрацию белка методом Бредфорда. Пробы замораживали и хранили при -20 °С. Белки разделяли в 10% полиакриламидном геле и переносили на нитроцеллюлозную мембрану. Для иммунодетекции проводили блокировку в фосфатно-солевом буфере, содержащем 5% обезжиренное молоко, в течение 1 ч при комнатной температуре, затем инкубировали с первичными кроличьими поликлональными антителами к мышиным PPARα ("Sigma-Aldrich", разведение 1:500), RXR ("Santa Cruz Biotechnology", разведение 1:500), LXRα, LXRβ ("Abcam", разведение 1:500) или мышиными антителами к β-актину ("Sigma-Aldrich", clone AC-74, разведение 1:2000) в течение 2 ч при 37 °С. Затем отмывали 3 раза по 15 мин в фосфатно-солевом буфере, содержащем 5% обезжиренное молоко. Иммунокомплексы детектировали, используя вторичные антикроличьи (разведение 1:500) и антимышиные антитела (разведение 1:2000), меченные фосфатазой ("Santa Cruz Biotechnology"). Визуализацию иммунных комплексов проводили в 10 мл 0,1 М Трис-буфера, pH 8,2, содержащем 2 мг нафтол-AS-MX-фосфата, разведенного в 200 мкл диметилформамида, и 10 мг Fast Red TR Salt. Количественную обработку результатов сканирования имунноблотов проводили, используя программу "TotalLab".
Достоверность различий (р<0,05) сравниваемых средних значений оценивали с помощью t-критерия Стьюдента, используя статистический пакет "Statgraphics".
Читайте статью целиком
в печатной версии журнала!
Содержание | Следующая статья | Предыдущая статья
|
Подпишитесь на журнал "Цитокины и Воспаление" он-лайн!
Обновление на книжной полке: компакт-диск Цитокины и воспаление, 2006 год.
Обновление на книжной полке: компакт-диск Цитокины и воспаление, 2007 год.
|
![[О компании] Издательство 'Цитокины и воспаление' - Журнал 'Цитокины и Воспаление'](/images/Logo.gif){kind=logo}
